Cuidados pré analíticos em hemostasia

Cuidados pré analíticos em hemostasia

por | jul 17, 2024 | Uncategorized

Para entregar um resultado laboratorial preciso e confiável, um laboratório clínico deve implementar um sistema adequado de gerenciamento de qualidade. Cerca de 60% dos erros laboratoriais ocorrem na fase pré-analítica, e em nenhuma outra área do laboratório o pré-analítico é tão crítico quanto na hemostasia. Nesse informativo iremos discorrer sobre os erros e suas implicações nos variados processos pré-analíticos (Coleta, Manuseio, Transporte e Preparo).

Condições pré-analíticas que afetam os testes de coagulação:

Preparo do Paciente:
– Exercício físico: A alteração da coagulação e da fibrinólise depende da intensidade do exercício;
A atividade moderada pode aumentar a agregação plaquetária, aumento de níveis de serotonina plasmática e beta tireoglobulina. Aumento de até 2,5x de Fator VIII, Von Willebrand e Ristocetina.

– Stress emocional: Aumenta os níveis de Fator VIII, Von Willebrand, Ristocetina, Fibrinogênio e Tempo de Protrombina.

– Níveis hormonais: A gestação é um estado pró-trombótico, aumenta os níveis de Fator VIII, Von Willebrand e a Proteína S total e livre é diminuída de 2 a 3 vezes. No ciclo menstrual o fibrinogênio diminui no período menstrual e aumenta na fase lútea. Menopausa aumenta os níveis de vários fatores, principalmente fator VIII e fibrinogênio.

– Variação circadiana: Na manhã tem maiores níveis de agregação plaquetária, atividade de fator VIII, níveis de Proteína C e Proteína S. A tarde a antitrombina atinge o valor máximo.

– Medicamentos: Além da conhecida warfarina que altera principalmente o TP, hoje com avanço dos medicamentos anticoagulantes temos a nova geração abaixo.

Cuidados com a coleta:
– Garroteamento: Fonte considerável de variabilidade e alterações nas proteínas plasmáticas da coagulação e agregação plaquetária. Garroteamento de 1-3 minutos leva a diferenças significativas em todos os testes de rotina da coagulação, principalmente tempo de protrombina, fibrinogênio e Dimero D.
– Sequência dos tubos: As amostras devem ser colhidas de maneira a preservar a integridade das proteínas, enzimas e cofatores. A punção traumática acarreta a liberação de tromboplastina tecidual e ativação plaquetária, encurtando o TP e TTPA, consumo do fibrinogênio e outros fatores. Deve se observar a sequência dos tubos de coleta, volume de preenchimento dos tubos de citrato de sódio 3,2 % (proporção 9/1).

– Homogeneização: Inverter suavemente os tubos entre 4 e 8 vezes, a homogeneização excessiva pode causar hemólise e agregação plaquetária.

Preparo da amostra
ꞏ Transporte: As amostras devem ser enviadas o mais rápido possível para o laboratório e podem ser transportadas nas seguintes condições:
1.Sangue total (citrato de sódio);
2. Centrifugadas, porém mantidas em tubo primário;
3.Centrifugadas e aliquotadas.

As amostras em tubo primário sem centrifugação ou centrifugadas devem ser mantidas tampadas e em temperatura ambiente. Amostras em sangue total não devem ser refrigeradas, armazenadas em gelo ou banho de gelo. O transporte não deve ultrapassar 1 hora, deve ser feito em temperatura ambiente com os tubos na posição vertical. Para transporte externo, congelar logo após a separação do plasma e transportar em container com gelo seco.

– Centrifugação: Padronizar a velocidade de centrifugação em 1500 G, centrifugar os tubos fechados e em temperatura ambiente por 15 minutos.

– Amostras congeladas: Descongelar a 37° por 5 a 10 minutos, não descongelar em temperatura ambiente nem em geladeira. Homogeneizar adequadamente após descongelamento.

– Manipulação: Utilizar somente material plástico.

– Armazenamento: Após a centrifugação o plasma pode permanecer no tubo primário ou pode ser aliquotado para tubo secundário. No preparo das alíquotas, tomar cuidado para não aspirar a camada onde se encontram os leucócitos e plaquetas. Durante o armazenamento os tubos devem permanecer tampados.

Amostra Ideal
– Coleta atraumática e com garroteamento mínimo;
– Volume de preenchimento adequado;
– Homogeneização adequada com o anticoagulante;
– Transporte de amostra em temperatura ambiente;
– Centrifugação em até 1hora após a coleta.

A Centerlab possui linha completa de Coagulação com equipamentos e reagentes de primeira linha. Além de contar com a melhor rede de assessores científicos capacitados a orientar o analista sobre as boas práticas de execução dos testes em hemostasia.

Elite Pro
Metodologia: Ótico Nefelométrico;
Velocidade: 175 TP/hora; 110 TTPA/hora;
Capacidade: 40 amostras, 22 reagentes (14 ambiente, 8 refrigerados).

ACL TOP350
Metodologia: Ótico LED
Velocidade 110 TP/hora; 110 TTPA/hora
Capacidade: 40 amostras (4 racks), 26 Reagentes refrigerados
HIL: Detecção de Hemólise, Icterícia e Lipemia
Detecção de coágulos e amostra insuficiente.
Referências:
– M.Blomback. J Tromb Haemost 2007; 5: 855-8
– CLSI: www.clsi.org – Clinical and Laboratory Stantards Institute
– Testes de Hemostasia: Documento H21 – A5 – 2008, Coleta Transporte, processamento e Armazenamento de Amostra
– 2005: Anvisa – Resolução da Diretoria Colegiada RDC302

Amostras para a Biologia Molecular: Boas Práticas na Coleta e Preparo

por | fev 5, 2020 | Informativos

O uso de métodos moleculares não dependem do isolamento ou crescimento do patógeno ou da detecção de uma resposta imune contra o agente. E sim, da informação genética contida nas amostras. Por isso, o diagnóstico molecular está avançando muito na investigação de doenças infecciosas, genéticas e oncológicas.

O que permitiu esse crescimento foi, principalmente, a expansão do conhecimento sobre os genomas dos vírus, bactérias e fungos aliados aos avanços na bioinformática, que permitiram análises das sequências de ácidos nucléicos para encontrar as melhores regiões para diagnóstico.

Dentre as técnicas descritas na literatura, uma de maior destaque é a reação em cadeia da polimerase (polymerase chain reaction, PCR). Essa técnica é utilizada para a amplificação seletiva de determinada região de uma molécula-alvo de DNA, na qual apenas uma única molécula de DNA pode servir de molde para amplificação produzir milhares de cópias.

Apesar da sensibilidade da PCR ser o diferencial da técnica, alguns fatores podem comprometer o resultado. A contaminação é uma preocupação frequente. As moléculas de DNA previamente amplificadas em outras reações (amplicons) são as que representam as maiores ameaças de contaminação. Por esse motivo, é imprescindível adotar práticas que assegurem sua eficiência e confiabilidade dos resultados, principalmente quando empregada para fins de diagnóstico. A qualidade e a quantidade dos ácidos nucleicos extraídos são bastante afetadas pela coleta da amostra, por seu manuseio e transporte e pela escolha do método de extração. Assim, torna-se relevante entender as possíveis causas de erro, na fase pré-analítica, mais frequentes no diagnóstico molecular.

Amostras de sangue e aspirado de medula óssea

Estudos apontam que a heparina e o heme são potentes inibidores da reação em cadeia da polimerase (PCR), dessa forma os anticoagulantes recomendados para essas amostras são os ácidos etilenodiaminotetracético (EDTA) e citrato dextrose (ACD).

O sangue total é estável a temperatura ambiente por 24 horas para análise de DNA e até oito dias, quando resfriado (2-8°C). Para análise de RNA celular, o sangue deve ser coletado com aditivo estabilizador. A saber, coleta e armazenamento de sangue total sem estabilizador não são recomendados para análise de transcrição genética, em função da indução e da degradação de RNA que ocorre ex vivo.

A medula óssea deve ser coletada utilizando-se uma seringa com EDTA, e a equipe responsável pelo processamento deve ser avisada assim que a amostra chegar ao laboratório. Para extração de DNA, o aspirado de medula óssea pode ser armazenado temporariamente por até 72 horas a 2-8°C antes do processamento. No entanto, caso seja necessário armazenar por tempo superior a esse, devem-se remover os eritrócitos e congelar a amostra a -20°C (com validade de vários meses).

Atenção: a remoção dos eritrócitos pode liberar heme e inibir a reação de PCR

AMOSTRA DE LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO (LCR)

Amostras de LCR devem ser transportadas a 2-8°C para análise de DNA. Caso não possam ser processadas imediatamente, elas podem ser congeladas (a -20°C ou inferior) para pesquisa de vírus de DNA (HSV, CMV e VZV).

AMOSTRA DE LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO
Imagem retirada do site da Kasvi. Notícia publicada em: 20.dez.2019

Para análise de RNA (incluindo vírus de RNA, como os enterovírus), a amostra deve ser colocada em banho com gelo triturado e o RNA extraído em até quatro horas da coleta. Se não for possível, deve-se remover possível contaminação com eritrócitos e congelar a amostra, transportando-a com gelo seco.

AMOSTRA DE LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO (LCR)

Imagem retirada do site da Kasvi. Notícia publicada em: 20.dez.2019

AMOSTRAS DE ESCARRO

O escarro para análise de DNA deve ser coletado em frasco estéril e transportado ao laboratório à temperatura ambiente, caso demore até 30 minutos; caso contrário, deve ser refrigerado. O DNA no escarro pode ser estável por até um ano quando congelado a -70° C. Alguns protocolos de extração de DNA utilizam a concentração do escarro para aumentar a sensibilidade da pesquisa de agentes infecciosos, e as recomendações do fabricante devem ser seguidas nesses casos.

Fonte: Site da Kasvi. Publicado em: 20.dez.2019