Autor: Pedro Thadeu Rocha Salles
Na prática laboratorial, o hemograma é considerado um dos exames de triagem mais comuns e amplamente solicitados. Esse conjunto de análises que compõem o hemograma fornecem informações essenciais sobre o estado de saúde do paciente, incluindo a concentração de hemoglobina, contagem de hemácias e suas características volumétricas, além da quantificação de plaquetas, leucócitos e outros indicadores hematológicos relevantes.
Cada um desses parâmetros pode direcionar condutas clínicas distintas. Dentre eles, destaca-se o diferencial leucocitário de cinco partes, que envolve a contagem e diferenciação dos leucócitos em linfócitos (LY), monócitos (MO), neutrófilos (NE), eosinófilos (EO) e basófilos (BA). Essas células exercem funções cruciais no sistema imunológico, como respostas inflamatórias, manutenção da homeostase molecular e fagocitose de agentes patogênicos e etc.
Uma das metodologias mais eficazes para realizar o diferencial leucocitário é a citometria de fluxo, que permite a análise individual das características celulares. Nesse processo, as células são conduzidas por uma câmara de fluxo onde passam, uma a uma, por um feixe de laser. A luz é desviada pelos componentes internos das células, e os sinais de dispersão são captados por sensores estrategicamente posicionados. A partir disso, as células são classificadas com base em três parâmetros principais:
- FSS (Forward Scatter) – relacionado ao tamanho celular;
- FLS (Side Fluorescence Scatter) – relacionado à complexidade do núcleo;
- SDS (Side Scatter) – relacionado à granularidade citoplasmática.
Figura 1: Esquemático de um citômetro de fluxo.
As informações coletadas por citometria de fluxo são representadas graficamente por meio dos scattergramas, diagramas de dispersão em que os dados de cada tipo celular são plotados em coordenadas bidimensionais. Esses gráficos geralmente combinam dois dos três parâmetros descritos (tamanho x complexidade, ou tamanho x granularidade), proporcionando uma visualização detalhada da distribuição e morfologia celular.
Figura 2: Esquemático de um scattergrama.
A seguir, observa-se um scattergrama obtido de uma amostra dentro dos valores de referência, refletindo a distribuição típica das populações celulares.
Figura 3: Scattergrama normal.
- S-C (MAIN)
No scattergrama principal (S-C MAIN), o eixo Y representa o tamanho celular e o eixo X, a complexidade interna. A área à esquerda abriga células mononucleares (linfócitos, monócitos) e os basófilos, que possuem menor complexidade. Já à direita encontram-se neutrófilos e eosinófilos, caracterizados por maior complexidade nuclear.
Figura 4: S-C (MAIN).
Embora o gráfico principal ofereça uma visão global, a análise detalhada requer a separação das subpopulações. Isso é feito nos scattergramas auxiliares, como:
- S-G (LY/MO/BA)
Nesse gráfico, linfócitos e monócitos são separados principalmente com base no tamanho. Os basófilos se distribuem em uma faixa mais à direita, com maior variação, devido às diferenças na granularidade individual.
- S-G (NE/EO)
Aqui, o eixo horizontal representa a granularidade, permitindo a distinção entre neutrófilos (menos granulares) e eosinófilos (mais granulares).
O scattergrama é uma ferramenta fundamental na análise hematológica automatizada e pode fornecer informações diagnósticas valiosas mesmo antes da leitura da lâmina ao microscópio. Ao observar os padrões de distribuição celular, é possível identificar alterações que sugerem a presença de células imaturas ou atípicas, contribuindo para a triagem e o direcionamento clínico precoce.
A seguir, apresenta-se um exemplo de uma amostra em que o paciente foi diagnosticado com Leucemia Mieloblástica Aguda (LMA). Nesse caso, o scattergrama evidenciou uma distribuição anormal na área de monócitos, visível no gráfico S-G (LY/MO/BA), com extensão superior e pontos isolados em regiões específicas, ativando alertas de presença de blastos (círculo vermelho). Além disso, no scattergrama principal, observou-se uma aumento no número de basófilos entre os linfócitos e monócitos, reforçando a suspeita clínica (círculo verde).
A Nihon Kohden oferece diversas soluções tecnológicas baseadas em citometria de fluxo para a realização de hemogramas completos e altamente confiáveis. Uma característica notável desta tecnologia japonesa é a não utilização de corantes na diferenciação leucocitária de cinco partes, o que preserva ao máximo as características naturais das células durante a análise. Essa abordagem proporciona uma interpretação mais precisa da morfologia celular, contribuindo significativamente para a qualidade diagnóstica do exame hematológico.
Dentre os equipamentos disponíveis, destacam-se dois modelos adaptados a diferentes demandas laboratoriais. Para rotinas de menor porte, o Celltac ES oferece diferencial leucocitário de cinco partes e contagem de granulócitos imaturos (IG), sendo uma opção eficiente e compacta. Já para laboratórios com maior volume de análises, o Celltac G é uma solução robusta, capaz de realizar o diferencial de cinco partes, contagem de granulócitos imaturos e também a quantificação de bastonetes (Band%) parâmetros altamente relevantes na detecção de diversas condições patológicas.
Figura 8: Celltac Es (MEK-7300) e Celltac G (MEK-9100).
Além das inovações tecnológicas incorporadas aos seus equipamentos, a Nihon Kohden também disponibiliza um livro clínico exclusivo, no qual são descritas diversas patologias associadas aos achados hematológicos, com ênfase especial na interpretação dos scattergrams. Esse material didático é uma ferramenta valiosa para profissionais da área, pois auxilia na correlação entre os perfis gráficos gerados pelos analisadores hematológicos e os possíveis quadros clínicos subjacentes. O documento pode ser acessado gratuitamente através do site oficial da empresa: https://expertisecare.com.br/.
Referências Bibliográficas
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– Bain BJ. Blood Cells: A Practical Guide. 5th ed. Wiley-Blackwell; 2015.
– Celltac Clinical Data Book. Nihon Kohden Corporation.
– Briggs C, Longair I, Machin SJ. Performance evaluation of the Sysmex XE-2100 hematology analyzer. Clin Lab Haematol. 2003;25(3):213–218.